Aspectos relevantes de la infección con espiroquetas en gallina de postura y reproductora pesada

Novartis Salud Animal S.A. de C.V.

Resumen.

Las espiroquetas son bacterias, móviles, anaerobias, Gram negativas que infectan a las gallinas de postura, gansos, pavos, pollo de engorda y a los humanos. Los signos que produce la infección en las aves son: incremento en el contenido de agua en las heces (diarrea acuosa), camas húmedas, aumenta el porcentaje de huevo manchado con heces, retarda el inicio de la postura y/o reduce la producción de huevo, el peso del huevo y el contenido de carotenoides del huevo, propicia pobre calidad del cascarón y el pobre desempeño de pollitos procedentes de reproductoras infectadas. La transmisión de esta bacteria es vía heces, aerosoles, alimento, agua y otros elementos contaminados con heces. La adherencia de Brachyspira pilosicoli, puede ser asociada con la destrucción de las micro vellosidades, daño a la red terminal de los microfilamentos y pérdida de la función de los enterocitos. Esta bacteria se reportó en aves por primera vez en México en el año 2007.

Epizootiología.

Aspectos relevantes de la infección con espiroquetas en gallina de postura y reproductora pesada espiroquetas gallina postura 1Las espiroquetas son bacterias en espiral, Gram negativas, anaerobias estrictas que habitan ciego y colon de mamíferos, incluyendo al humano y aves. Está reportada la infección en gallinas de postura, reproductoras pesadas, gansos, pavos(16) y pollo de engorda.

Las espiroquetas son bacterias en espiral, Gram negativas, anaerobias estrictas que habitan ciego y colon de mamíferos, incluyendo al humano y aves. Está reportada la infección en gallinas de postura, reproductoras pesadas, gansos, pavos(16) y pollo de engorda.

Las espiroquetas son bacterias en espiral, Gram negativas, anaerobias estrictas que habitan ciego y colon de mamíferos, incluyendo al humano y aves. Está reportada la infección en gallinas de postura, reproductoras pesadas, gansos, pavos(16) y pollo de engorda.

La enfermedad que produce se denomina Espiroquetosis Intestinal Aviar (EIA). Se han reportado casos de Espiroquetosis intestinal aviar en Europa, Norteamérica y Australia.

Diversos reportes de aislamiento de estas bacterias a partir de gansos los pone en la lista de factores de riesgo de transmisión de espiroquetas a las aves y cerdos(11,15). En un estudio de prevalencia en Italia, se recuperaron brachispiras en el 68.7% de las 32 granjas muestreadas, identificaron asociación entre el tipo de alojamiento de las aves y desórdenes intestinales con el aislamiento de espiroquetas, pero destacan como mayor impacto la asociación con la reducción en la producción de huevo del 3 al 9% (2).

En Australia se detectó 40% de parvadas de postura comercial y reproductoras pesadas infectadas con espiroquetas intestinales(19), y en otro estudio, 20% de 600 muestras de heces de 5400 aves resultaron positivas a Brachyspira spp.(14). En México Bp ha sido aislada en cerdos(4) y en un ave de combate(5). Dada la dificultad de su cultivo y la carencia de laboratorios especializados en la identificación de este genero, la incidencia de esta bacteria en las especies productivas en México es desconocida. Actualmente los especialistas en producción aviar deben considerar la presencia de esta bacteria por las frecuentes manifestaciones que son acordes a la signología descrita. La falta de conciencia en la enfermedad y la falta de conocimiento en las técnicas de diagnóstico son la causa de una deficiente búsqueda para su control.

Etiologia.

Las especies que infectan a las aves son: B. hyodysenteriae (Bh), B. intermedia (Bi), B. innocens (Bin), B. pulli (Bp), B. alvinipulli (Ba), B. murdochii (Bm) y B. pilosicoli (Bp) y pertenecen al orden Spirochetes, familia Spirochaetes y al género Brachyspira. Las especies consideradas como patogénicas a las aves son: Bi, Bp, Ba, y Bh. Son Gram negativas, anaerobias, crece en medios de cultivo con sangre de ovino adicionados con antibióticos.

Crece a temperaturas de 37 a 42°C incubada hasta por 10 días. El crecimiento se detecta por la hemólisis completa o parcial que produce. Se pueden observar teñidas con Wright – Giemsa o Gram en el microscopio. La diferenciación de las especies se basa en: tipo de hemólisis, producción de indol, presencia o no de α-galactosidasa y α-glucosidasa. Las espiroquetas pueden sobrevivir en las heces hasta 17 h a temperatura de 37°C, y 84 h a 4°C y son susceptibles a la acción de los desinfectantes(13).

Aspectos relevantes de la infección con espiroquetas en gallina de postura y reproductora pesada espiroquetas gallina postura 2

Factores de Virulencia.

Las hemolisinas inducen degeneración epitelial y necrosis(21). Existen otras toxinas potenciales como los lipopolisacáridos, un inhibidor del transporte de Sodio y Cloro a través de la membrana de los enterocitos y una proteasa similar a la tripsina. La motilidad de las espiroquetas en la mucosa propicia una mayor sobrevivencia, colonización y proliferación. La proliferación de las espiroquetas induce un desbalance en la flora intestinal que puede resultar en alteraciones en la absorción de fluidos y cambien en el contenido de iones orgánicos que se excretan o absorben.

Patogenicidad.

Se consideran tres patotipos: Espiroquetas severamente patógenas, moderadamente patógenas y subclínicas o apatógenas. La patogenicidad de las espiroquetas varía de acuerdo a: la especie de espiroqueta, ruta de inoculación, edad del huésped, especie del huésped, factores ambientales estresantes, microflora intestinal. Se reporta también diferencia en la virulencia de cepas de la misma especie(12). Las espiroquetas infectan gallinas, ñandúes, urogallos, faisanes, pavos y otras aves silvestres. Los aislamientos de espiroquetas de aves silvestres infectan a las gallinas, pavos y patos. Se ha demostrado la infección experimental de gallinas con Bh aislada de cerdos y humanos(12).

Potencial Zoonótico.

Bp es una bacteria de especial interés dado que infecta aves y mamíferos incluyendo al humano. Reportes de colonización en humanos están registrados en Omán y Papua Nueva Guinea(22) y los asocian a factores predisponentes como la homosexualidad y la infección con el Virus de la Inmunodeficiencia Humana (HIV). Los signos descritos en los enfermos son; diarrea crónica y con sangre, sangrado rectal, pseudo apendicitis y dolor abdominal. Está demostrada la capacidad de Bp aislada de humanos de producir cambios en la consistencia de las heces en aves de postura comercial(1). Aunado a lo anterior y a la capacidad de infección cruzada entre especies diferentes, esto tiene implicaciones importantes para el control en las parvadas comerciales por lo que es necesaria mayor investigación(18).

Periodo de Incubación.

Es variable y depende de la dosis infectante, de factores ambientales. Experimentalmente los signos se presentan a los 5 días después de la infección. Las espiroquetas infectan persistentemente el ciego hasta por 23 sem postinfección.

Signos Clínicos.

Las bacterias tienden a colonizar crónicamente el ciego de las aves y afectan en menor grado el ileon y el recto. La enfermedad subclínica se asocia a la infección con especies apatógenas que cuando se inoculan en pollitos de un día de edad produce diarrea fugaz de color amarillo verdosa con espuma.

Los signos clínicos que produce la infección con Bp en aves de postura son: diarrea, empastamiento cloacal, incremento en la grasa en las heces, incremento en el porcentaje de huevo manchado con heces, inicio tardío de la producción, reducción de hasta el 5% de postura(10), reducción del peso de huevo, reducción de la velocidad de crecimiento, incremento en el consumo y pobre digestión del alimento(19). En reproductoras pesadas, la infección experimental con Bp, la colonización persistió hasta por 4 semanas. Mostraron diarrea pasajera con incremento en la humedad en las primeras semanas post infección, heces espumosas de color café, tardío inicio de la producción de huevo, reducción de 14 huevos menos que el grupo sin desafío e incremento en huevo manchado con heces, no se observa incremento en la mortalidad(19). Al parecer las aves jóvenes tienen un nivel de colonización menor que las aves con edad intermedia(17).Aspectos relevantes de la infección con espiroquetas en gallina de postura y reproductora pesada espiroquetas gallina postura 3

En el pollo de engorda procedente de reproductoras infectadas, se reporta pobre conversión de alimento, aumento de pollitos débiles, crecimiento lento y pobre digestión de alimento(17). En ñandúes jóvenes de más de 6 meses de edad, la enfermedad severa consiste en tiflitis y necrosis con mortalidades de hasta 80%, en los meses de Julio a Octubre.

El estrés del trasporte es un factor predisponente a la presentación clínica en los adultos. Los signos clínicos son depresión, pérdida de peso, diarrea acuosa y muerte después de dos días. Los ciegos muestra dilatación, engrosamiento, ulceraciones en la pared y formación de pseudo membranas. Bh es la especie que se ha aislado en cuadro clínicos como el descrito.

Los factores que influencian la manifestación de la enfermedad incluyen las características de alojamiento, la nutrición, por ejemplo se ha observado que la inclusión de 50 ppm de Bacitracina de Zinc (ZnB) en la dieta incrementa la susceptibilidad a la infección con Bp(9), el ambiente, la genética, la muda, el inicio de la producción de huevo, calidad del alimento y el piso de las casetas.

Lesiones.

Las bacterias colonizan el epitelio y producen un “falso borde en cepillo” constituido por las espiroquetas adheridas por un extremo al epitelio del ciego, colon o recto. Los ciegos muestran heces espumosas y viscosas, de color amarillo a café, sin inflamación o con tiflitis linfocítica. Es frecuente con las cepas europeas de Brachyspira sp. la penetración del epitelio y/o la submucosa por lo que se produce erosión/necrosis del tejido.

Vectores.

Las espiroquetas se eliminan en las heces por lo que las ratas, ratones, moscas, perros y los mismos trabajadores pueden actuar como vectores y diseminar la bacteria.

Diagnóstico.

Mediante microscopia de campo obscuro, se pueden identificar las espiroquetas en las heces de las aves afectadas. Los signos en la parvada y las lesiones en los ciegos contribuyen a orientar el diagnóstico. El aislamiento y la identificación de la especie son definitivos. Las espiroquetas pueden evidenciarse mediante tinciones especiales (plata), inmunofluorescencia, inmunohistoquímica, en cortes de ciego de aves afectadas. El aislamiento de la bacteria es necesario para identificar la espiroqueta pero es difícil, se requieren medios especiales con antibióticos, incubación de 3 a 5 días en anaerobiosis, muestras de heces o tejidos cecales frescos(21).

Aspectos relevantes de la infección con espiroquetas en gallina de postura y reproductora pesada espiroquetas gallina postura 4Diagnóstico Diferencial.

Salmonelosis, colibacilosis, coccidiosis, diarreas crónicas asociadas a exceso de sal, grasa o soya en la dieta. Las espiroquetas deben diferenciarse de Campylobacter sp., Arcobacter sp., Helicobacter sp., y Spirillum sp. como el 8.6% de reducción en la mortalidad(3). En estudios de concentraciones mínimas inhibitorias (CMI) para Bp y Bi, se ha demostrado la eficacia de Tiamulina(8). En un estudio comparativo con 7 antibióticos con diferentes Brachyspira spp., todas mostraron ser sensibles a la Tiamulina con valores de CMI de >0.1 μg/ml (7). La figura adjunta muestra las CMI de Bp a tres antibióticos.

Prevención y Control.

Establecer el diagnóstico correcto de las diarreas en las parvadas de posturas comerciales y reproductoras es la base de la prevención.

Reducir los riesgos del contacto de las aves con las heces, esto implica un estricto control de ratas, moscas y otros insectos, retirar constantemente las heces, limpiar, lavar y desinfectar los pisos de las jaulas, minimizar estrés por cambios de dieta y pelecha, alimento de excelente calidad, medidas de bioseguridad como baños, tapetes con desinfectantes al ingresar a las casetas, desinfección del equipo de limpieza. El control estricto de las moscas mediante insecticidas o larvicidas es crucial no sólo para prevenir la infección con esta bacteria.

El correcto procedimiento de eliminación de heces, limpieza, lavado y desinfección de las instalaciones reduce el riesgo de mantener viables las bacterias en la materia orgánica. La cercanía de granjas porcinas puede ser un factor de riesgo para que ocurra la infección(6).

REFERENCIAS.

1. Abdollah J., et al.: Experimental infection of layers hens with a human isolate of Brachyspira pilosicoli. Journal of Medical Microbiology, 52 p 361 – 364. 2003.

2. Bano L., et al.: Enteric Disorders and Production Issues Associated with Intestinal Spirochaetes Colonization of Laying Hen Flocks in Italy. Spirochaete Conference Proceedings. University of Surrey, Guildford, United Kingdom 5th – 6th September 2013. p 24.

3. Burch D.G., et al.: Treatment of a field case of avian intestinal spirochaetosis caused by Brachyspira pilosicoli with tiamulin. Avian Pathol. Jun; 35(3):211-6. 2006.

4. Corona E., et. al.: Aislamiento de espiroquetas intestinales del genero Brachyspira en el estado de México. XLI congreso Nacional AMVEC, Ixtapa, Guerrero. México. 2006. p 197. 2006.

5. Corona-Barrera, E., et al.: Aislamiento de espiroquetas intestinales del género Brachyspira de ave de combate en el estado de México. XXXII CONVENCION ANUAL ANECA, p.48-49. 25-28 Abril, 2007 Acapulco, Guerrero, México. 2007.

6. Hampson. D.J., et al.: Influence of feed zinc bacitracin and tiamulin treatment on experimental avian intestinal spirochaetosis caused by Brachyspira intermedia. Avian Pathology 31, 258-291. 2002.

7. Hampson D.J., et al.: Intestinal Spirochaete Infections in Chickens. A report for the Rural Industries Research and Development Corporation. August 2002. Rural Industries Research & Develoment Corporatio Publication No 02/087, Project No UMU-23J). 18 – 22. 2002a.

8. Hampson D.J., et al.: Antimicrobial susceptibility testing of Brachyspira intermedia and Brachyspira pilosicoli isolates from Australian chickens. Avian Pathol. Feb; 35(1):12-6. 2006.

9. Jamshidi A., et al., 2002: Zinc bacitracin enhances colonization by the intestinal spirochaete Brachyspira pilosicoli in experimentally infected layer hens. J Avian Pathol. Jun; 31(3):293-8. 2002.

10. Mac Laren, et al.: Genetic and phenotypic characterization of intestinal spirochaetes colonizing chickens, and allocation of known pathogenic isolates to three distinct genetics groups. Journal of clinical Microbiology 35, 412 – 417. 1997.

11. Martínez-Lobo, F.J., et al.: Isolation of Brachyspira hampsonii from Migrating Waterfowl in Spain. Spirochaete Conference Proceedings. University of Surrey, Guildford, United Kingdom 5th – 6th September 2013. p 26-27.

12. Nagaraja, M., et al.: Laboratory identification and enteropathogenicity testing of Serpulina pilosicoli associated with porcine colonic spirochetosis. J. Vet. Diagn Invest 9 165 – 171. 1997.

13. Phillips N.D., et al.: Survival of intestinal spirochaete strains from chickens in the presence of disinfectants and in faeces held at different temperaturas. Avian Pathol. Dec; 32(6):639-43. 2003.

14. Phillips, N.D., et al.: A cross-sectional study to investigate the occurrence and distribution of intestinal spirochaetes (Brachyspira spp) in three flocks of laying hens. Veterinary Microbiology105, 189 – 198. 2005.

15. Rubin, J.E., et al.: Isolation and Characterization of Brachyspira Spp. Including “Brachyspira hampsonii” from Lesser Snow Geese (Chen Caerulescens Caerulescens) in the Canadian Arctic. Conference Proceedings. University of Surrey, Guildford, United Kingdom 5th – 6th September 2013. p 28.

16. Shivaprasad, H.L., et al.: Cecal spirochetosis caused by Brachyspira pilosicoli in commercial turkeys. Avian Dis. Dec; 49(4):609-13. 2005.

17. Smit, H.F., et al., Observations on the influence of intestinal spirochaetosis in broiler breeders on the performance of their progeny and on egg production. Avian Pathology 27, p 133 – 141.1998.

18. Stephens C.P., Hampson D.J.: Intestinal spirochete infections of chickens: a review of disease associations, epidemiology and control. Anim Health Res Rev. Jun; 2(1):83-91.2001.

19. Stephens C.P., Hampson D.J.: Experimental infection of broiler breeder hens with the intestinal spirochaete Brachyspira (Serpulina) pilosicoli causes reduced egg production. Avian Pathol. Apr 31(2):169-75. 2002.

20. Stephens, C.P., et al.: Evaluation of tiamulin and limcomicyn for the treatment of broiler breeders experimentally infected with the intestinal spirochaete Brachyspira pilosicoli. Avian Pathology 31, 299-304. 2002a

21. Swayne D.E.: Avian intestinal Spirochetosis. In Diseases of Poultry, tenth edition edited by: Calnek B.W. 1997 p 325 – 332. 1997.

22. Trot, et al.: The prevalence of Serpulina pilosicoli in humans and domestics animals in the Eastern Highlands of Papua New Guinea. Epidemiol. Infect. p 119, 369 – 379. 1997.

Artículo publicado en Los Avicultores y su Entorno

×
BM Editores We would like to show you notifications for the latest news and updates.
Descartar
Permitir Las Notificaciones